VRAC

Die Suche nach dem VRAC

Die AG Jentsch und die Screening Unit identifizieren einen lang gesuchten Ionenkanal, der Zellen dabei hilft, ihr Volumen zu ändern

Einige wichtige wissenschaftliche Fragen werden jahrelang nicht gelöst, bis eine neue Technologie aufkommt, die die Antwort in greifbare Nähe rückt. Der Erfolg hängt dann ab von Kreativität; und davon, wie man eine alte Fragstellung in eine Form bringt, die mit der neuen Methode angegangen werden kann. Er ist aber auch abhängig vom richtigen Timing. Und ein bisschen Glück kann nie schaden.

Vor etwa vier Jahren hielt Thomas Jentsch die Zeit für reif, einen Großangriff auf eine Frage zu unternehmen, die Biologen seit Jahrzehnten reizt. Auf dem Campus gab es neue Instrumente, die bei der Lösung eine Schlüsselrolle spielen konnten. Aber die Zeit lief davon. Andere Laboratorien verfügten über dieselbe Technologie und waren an der gleichen Frage interessiert: Wie reduzieren Zellen ihr Volumen?

Alle Arten von Zellen durchlaufen wechselnde Phasen von Anschwellen und Schrumpfen: bei ihrer Teilung, ihrer Spezialisierung, bei Migration, und wenn sie sich an eine veränderte Umgebung anpassen. In einer Flüssigkeit ohne Barrieren bewegen sich Partikel aus hochkonzentrierten Bereichen in Bereiche mit niedriger Konzentration. Dies gilt auch für Wassermoleküle, die sich ihrem Konzentrationsgradienten entsprechend bewegen. Bei Lösungen wandern die gelösten Stoffe aus hochkonzentrierten Bereichen in Bereiche mit niedriger Konzentration, also dorthin, wo wenig Osmolyte wie Ionen, Bestandteile von Salz oder andere Substanzen gelöst sind. Werden Zellen einer hypoosmolaren Lösung (mit weniger Osmolyten) ausgesetzt, fließt Wasser in die Zelle hinein. Da aber die Zelle von einer Membran umschlossen ist, kann die Flüssigkeit in der Zelle nicht einfach verdünnt werden, bis sie die Konzentration der Zellumgebung erreicht. Stattdessen baut sich im Zellinneren osmotischer Druck auf.

Der gleiche Druck kann von innen erzeugt werden, wenn die Anzahl der internen Partikel durch eine Aufspaltung organischer Moleküle ansteigt, wenn also die Zelle innen zum Beispiel aus Glykogen Zucker produziert. Zellen können dann anschwellen, bis die Membran zu platzen droht. Damit dies nicht geschieht, muss die Zelle Osmolyte in die Umgebung freisetzen, wie Chlorid, Kaliumionen oder die Aminosäure Taurin.

Dies führt zu einer Umkehr des Wasserflusses, dem Schrumpfen der Zelle und das vorherige normale Zellvolumen und die Form werden wieder hergestellt. Dies nennt sich regulatorische Volumenabnahme. Es war bekannt, dass diese Abnahme des Volumens mit einem Verlust an negativ geladenen Chloridionen (Anionen) aus der Zelle durch einen Kanal einherging.

Viele Aspekte des Transports von Chlorid und anderer Ionen sind dank jahrelanger Forschungsarbeiten aus Jentschs Labor und vieler anderer Arbeitsgruppen gut verstanden. So konnten Hunderte von Varianten an Ionenkanälen in Zellmembranen ermittelt werden. Die Kanäle sind Proteine, die so in der Membran eingewoben sind, dass porenartige Strukturen entstehen. Die Proteine können ihre Form verändern; dadurch können sich die Kanäle öffnen und schließen. Die Kanäle sind hochspezialisiert, damit die Zelle den Gehalt an bestimmten Ionen oder anderen Partikel nach Veränderung des Membranpotentials, Druck oder anderer Umgebungseinflüsse steuern kann. Ihr Verhalten wird normalerweise von einem komplexen biochemischen Netzwerk reguliert. Die meisten Ionenkanäle sind so wichtig für die Funktion eines Organismus, dass auch nur die geringste Störung ihrer Bestandteile oder ihrer Steuerung schwere Krankheiten verursachen kann. Jentschs Labor hat viele solcher Zusammenhänge nachgewiesen.

Kaum bekannt war bislang aber, auf welche Weise Anionen, wie etwa Chlorid, und andere Partikel beim Schrumpfen der Zelle nach außen gelangen. Wissenschaftler haben die Existenz eines besonderen Kanals vermutet, und ihm sogar schon einen Namen gegeben: Volumen-regulierter Anionen-Kanal oder VRAC. „Der VRAC war ein heißes Thema“, sagt Jentsch. „Hunderte von Artikeln wurden darüber geschrieben, und er war Gegenstand hochrangiger internationaler Konferenzen.“

Trotz allen Interesses und der Tatsache, dass die biophysikalischen Eigenschaften des Kanals und einige seiner wichtigsten Funktionen bekannt waren, konnte niemand den Proteinkanal finden. Von Zeit zu Zeit behauptete ein Labor, ein Protein isoliert zu haben, das VRAC sein sollte. Aber diese Kandidaten wurden einer nach dem anderen ausgeschlossen. Eine Reihe von Medikamenten beeinflussten das Verhalten des Kanals, allerdings brachten sie auch andere Zellprozesse zum Erliegen. Ohne die Identifikation eines besonderen Proteins konnten die Wissenschaftler weder diese Effekte verstehen, noch, wie das Anschwellen der Zelle Änderungen im Verhalten des Kanals auslöste.

Ein Teil des Interesses – neben der Tatsache, dass der Kanal eine wichtige Grundfunktion bei allen Arten von Zellen erfüllte – rührte von der Beobachtung, dass der Kanal anscheinend im Zusammenhang mit vielen schweren Krankheiten stand. Jentsch war sich sicher, dass die Entdeckung des VRAC kurz bevorstand. Die Sequenzierung des menschlichen Genoms und dem anderer Organismen hatte zur Entwicklung von Methoden geführt, mit denen Wissenschaftler DNA-Sequenzen nach Molekülen mit besonderen Funktionen durchsuchen konnten.

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Bis vor kurzer Zeit war die Genforschung ein mühseliges Unterfangen: fast immer musste Molekül für Molekül untersucht werden. Die frühesten Ansätze verwendeten Vorwärts-Genetik: Ein Wissenschaftler fand einen Organismus mit einer besonderen Merkmalvariante oder einem Defekt, studierte dann das Vererbungsmuster, um sodann darauf zu schließen, dass ein einziges Gen dafür verantwortlich war. Die Identifikation konnte Jahre oder auch Jahrzehnte in Anspruch nehmen.

Die moderne Molekularbiologie hingegen machte Reverse Genetik möglich. Damit untersuchten die Wissenschaftler, welche Auswirkungen ein spezifisches Gen auf den Organismus hatte. Bei den meisten dieser Ansätze wurden Gene physisch entnommen oder modifiziert. So wurden die Proteine eliminiert, die sie kodierten.

Die 1990er Jahre brachten eine neue Alternative ins Spiel. Mit ihr konnten künstliche Moleküle in Zellen eingebracht werden: die sogenannten small interfering RNAs (siRNAs). siRNAs bestehen aus Nukleotiden, wie auch andere Ribonukleinsäuren und DNA. Stränge mit komplementären Sequenzen docken  aneinander an. Dies ist der Grund für die doppelte Struktur der DNA-Helix. Normalerweise bestehen RNAs aus einem einzigen Strang. Dockt aber eine siRNA an eine komplementäre mRNA an, produziert sie einen kurzen Doppelstrang. Normalerweise bemerken Zellen dies und bauen das Molekül ab, bevor es für die Produktion von Proteinen eingesetzt wird. Indem man diesen Informationsfluss zwischen Gen, RNA und Protein unterbrach, bot sich mit der künstlichen Einbringung von siRNAs in Zellen eine neue effiziente Möglichkeit, bestimmte Moleküle „abzuschalten“.

Seit der ersten Einbringung von siRNAs in Pflanzen und einfachere Organismen haben Forscher sie für die Verwendung in menschlichen Zellen angepasst. Die Entschlüsselung des menschlichen Genoms hat alle darin kodierten mRNAs offen gelegt. Wissenschaftler haben große „Bibliotheken“ von siRNAs angelegt, um alle mRNAs beeinflussen zu können. Theoretisch könnte damit die Produktion jedes einzelnen menschlichen Proteins blockiert werden. Dabei stieße man wahrscheinlich auf ein Molekül, das eine besondere Funktion erfüllt – wie zum Beispiel den VRAC – und würde es still legen.

Menschen verfügen über mehr als 22.000 Gene. Dies bedeutet, dass das Projekt zumindest genauso viele Experimente nötig machen würde – wenn nicht noch erheblich mehr. Es ist unmöglich, genau vorher zu sagen, dass eine bestimmte siRNA in einer Zelle wie erwartet arbeitet. Eine Lösung bestand daher in der Entwicklung einer ganzen Reihe von siRNAs für jedes Zielprotein, um dann die Zellen zwei oder drei verschiedenen Versionen auszusetzen. Eine davon funktionierte normalerweise.

Aber 22.000 Experimente – wenn nicht sogar zwei oder dreimal so viele – konnten unmöglich von Hand durchgeführt werden. Roboter und Automatisierung würden bei jedem Schritt vonnöten sein: für die Vorbereitung von Proben, die Durchführung von Experimenten und für die Datensammlung. Zudem brauchte man hoch entwickelte Software zur Ergebnisanalyse.

Im Gen-Zeitalter verfügte man schließlich sowohl über die Technologie als auch die Software für die Sichtung der siRNAs im gesamten Genom. Mehrere erfolgreiche Projekte erbrachten so faszinierende neue Einblicke in die Funktionsweise der Gene.

Vor mehreren Jahren gründete das FMP eine Screening Unit, die nun zusammen mit dem MDC betrieben wird. Ebenso schaffte man Geräte an, die bei solch groß angelegten Projekten einen hohen Datendurchsatz bewältigen konnten. Unter der Leitung von Jens von Kries hat die Einrichtung einen sehr großen Beitrag zu einer Reihe von Projekten auf dem Campus geleistet, von denen viele die Zehntausende von Verbindungen nutzten, welche die Unit von Forschern, von Pharmafirmen und aus anderen Quellen gesammelt hat. Eine typische Anwendung dieses großen Bestandes besteht darin, die Zellen einer Substanz nach der anderen auszusetzen, in der Hoffnung, einen bestimmten Prozess in den Zellen zum Erliegen zu bringen. Das Ziel dabei ist, den „Treffer“ daraufhin für weitere Forschung oder möglicherweise sogar zu einem Medikament weiter zu entwickeln. Chemiker, die mit der Screening Unit zusammenarbeiten, „basteln“ dann an solch einer erfolgreichen Substanz, um diese Effekte noch zu verstärken, sie für die Zellen weniger toxisch zu machen oder um sie durch weitere gewünschte Eigenschaften zu ergänzen.

Die Screening Unit hatte einen Datenbestand von siRNAs für jedes bekannte Gen angeschafft sowie – mit Hilfe eines Förderpreises des Europäischen Forschungsrates (ERC) für Thomas Jentsch – eine Maschine namens FLIPR. Diese wurde gebraucht, um den zeitlichen Verlauf hunderter parallel ausgeführter Experimente zu verfolgen. Die notwendigen Werkzeuge für die Suche nach den VRAC-Komponenten standen also bereit. „Aber zunächst einmal musste ein äußerst zuverlässiges Prozedere entwickelt werden, um die Öffnung des VRAC-Kanals bei der Schwellung zu entdecken“, sagt Jentsch. „Jeder Test, der zehn- oder hunderttausende von Malen ausgeführt werden soll, muss klare und verlässliche Ergebnisse erbringen.“

Der Postdoc Tobias Stauber und die Doktorandin Felizia Voss begannen, ein robustes Protokoll für die Experimente zu entwickeln. Dafür benötigten sie fast zwei Jahre und, wie Jentsch sagt: „Es gab keine Garantie, dass wir den VRAC finden würden, auch wenn wir das gesamte Genom ins Auge fassten. Und es gab auch keine Garantie, dass wir es zuerst finden würden.“ Felizia Voss brachte ihre gesamte Zeit in das Projekt ein. Ein Scheitern wäre für sie ganz besonders hart gewesen, genauso wie für andere Doktoranden, die dazu gestoßen waren. Positive Ergebnisse würden sich in ihrer Dissertationen äußerst gut machen. An die Alternative mochte niemand denken.

Stauber und Voss verwendeten eine humane embryonale Nierenzelllinie. Für die Genforschung ist dies ein bevorzugtes Modell, weil die Zellen fremde Moleküle, wie etwa siRNAs, leicht aufnehmen. Zunächst einmal statteten sie die Zellen mit einem gelb fluoreszierenden Protein aus, das anzeigen würde, ob die Zellen die Konzentration von Anionen beim Anschwellen änderten. Die Zellen wurden außerdem einem Medium ausgesetzt, welches das Ion Jodid enthielt, welches durch den geöffneten VRAC-Kanal in die Zellen einströmen und die Fluoreszenz eindämmen würde.

Zwar hat die VRAC-Öffnung einen Nettoverlust von Zellchlorid und eine Volumenregulierung zur Folge, aber die Präsenz von extrazellulärem Jodid, welches im Zellinneren nicht vorhanden war, führt zu einem Nettoeinstrom von Jodid. Kanäle sind wie „Löcher“, die eine Bewegung der Ionen in beide Richtungen gestatten.

Die grundsätzliche Idee war, eine siRNA zu finden, welche die Produktion von VRAC in der Zelle unterbindet. Im Experiment würde es sich durch fehlende oder reduzierte Unterdrückung der Fluoreszenz, nach dem die Zellen einem jodhaltigen Medium ausgesetzt wurden, manifestieren.

„Dieser gesamte Ansatz hing ab von einer waghalsigen Annahme“, sagt Jentsch. „Nämlich, dass der VRAC aus einem Molekül gebildet wird. Dieses würden wir in den Experimenten finden können. Aber wenn verschiedene Moleküle zusammen den VRAC bildeten und deren Funktion redundant ist, dann wäre es gut möglich gewesen, dass wir diese mit diesem Ansatz überhaupt nicht finden. Tatsächlich entdeckten wir, dass der VRAC aus fünf Komponenten besteht und nur ein einziger davon für die Funktion des Gesamtproteins absolut notwendig war. Unser Glück war, dass nur vier der Untereinheiten funktionell redundant sind.

Die Wissenschaftler optimierten die Transfektion der siRNAs und andere Aspekte der Experimente, wie zum Beispiel die Anzahl der Zellen, und bauten entsprechende Kontrollen ein. Dann war es so weit, das Experiment für eine Suche auf dem gesamten Genom nach dem VRAC auszudehnen, wobei man versuchen würde, eine wesentliche Komponente des Kanals zu eliminieren.

Katina Lazarow, ein Postdoc bei der Screening Unit, stieß hinzu, um die Prozedur an die Geräteausstattung anzupassen. Jeder Schritt in der Abfolge der Experimente und der Analysen musste an die spezifische Fragestellung der Wissenschaftler angepasst werden. Dies verlangte monatelange intensive Arbeit, oft auch an Wochenenden. Der eigentliche Screen dauerte dann etwa zwei Monate, wiederum einschließlich der Wochenenden.

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Hier kam nun FLIPR ins Spiel. Für die Screening Unit war die Maschine eine wichtige Neuanschaffung, denn damit konnten die Wissenschaftler Experimente in allen 384 Reaktionsgefäßen einer Testplatte gleichzeitig vorbereiten und die Änderungen in der Fluoreszenz in Abhängigkeit von der Zeit mitverfolgen – und das ebenfalls bei allen Reaktionsgefäßen gleichzeitig. Die Wissenschaftler mussten den genauen Zeitverlauf bei der Abnahme der Fluoreszenz verfolgen, denn diese ist ein Maß für den Strom der Anionen durch den VRAC.

Angewendet auf das gesamte Genom, ergab dies über 130.000 zu analysierende Fluoreszenzkurven – ein Schritt, der ganz eindeutig eine bioinformatische Analyse erforderte. Diese Aufgabe übernahm Miguel Andrades Forschungsgruppe am MDC.

„Wir legten die notwendigen Parameter für die Unterscheidung möglicher VRAC Komponenten von allen anderen Proteinen fest, die den Transport von Chloridionen aus den Zellen heraus nicht beeinflussten“, sagt Jentsch. „Letzten Endes blieb eine Liste von ungefähr 200 Proteinen übrig, die eventuell damit im Zusammenhang standen.“

Es waren noch mehr Analysen und Experimente vonnöten, um die Liste bis auf einige wenige VRAC-Kandidaten zu reduzieren. Ein Teil dessen konnte mit computerunterstützter Analyse der Proteinsequenzen bewerkstelligt werden. Das Hauptziel bestand darin, Sequenzen zu finden, die darauf hindeuteten, dass das Molekül in einer Membran eingesetzt war. Aber auch für andere Arten von Proteinen erschien eine eingehendere Untersuchung lohnenswert. Ein biochemisches Signal – übermittelt von einem spezifischen Protein – könnte erforderlich sein, um den Kanal zu steuern. Selbst wenn dieses Protein keine direkte VRAC-Komponente war, könnte der Kanal durch eine Eliminierung dieses Signals genauso stillgelegt werden wie durch das Fehlen des eigentlichen Membranproteins. Die Daten aus den Experimenten sollten diese Prozesse letztendlich beleuchten. „Wir haben jetzt einen Datenschatz, den es noch zu analysiert gilt. Zunächst einmal konzentrierten wir uns aber auf die Kandidaten für die Kanalkomponenten“, sagt Jentsch.

Voss, Stauber und Jentsch nahmen sich die Kandidaten der Membran-Proteine vor und begannen, alles durchzusehen, was über die Funktionen dieser Kandidaten aus anderen Experimenten bekannt war. Das Ziel war, vielversprechende Proteine von weniger vielversprechenden abzugrenzen. „Und so galt es sicherzustellen, dass kein Molekül ausgeschlossen wurde, das eigentlich ein Kandidat war“, sagt Jentsch.

Nach dieser gründlichen Analyse blieben 80 Proteine übrig, von denen jedes einzelne in weiteren Experimenten untersucht wurde. Angewandt wurde immer das gleiche Protokoll: Die Wissenschaftler setzten Zellen neuen siRNAs aus, welche gegen die gleichen 80 Gene gerichtet waren. Das Team richtete sich auf eine weitere Periode harter Arbeit ein.

Bei diesem Durchgang war es ein einzelnes Molekül, das stets das Verhalten zeigte, das man vom VRAC erwarten würde: ein Protein namens LRRC8A. „Bis dahin hatten wir nur einen Aspekt der VRAC-Funktion abgedeckt, nämlich die Aufnahme von Jodid durch die Zelle“, sagt Jentsch. „Jetzt wollten wir uns noch einen anderen Aspekt vornehmen, um seine Auswirkung auf elektrische Ströme zu messen. Dies taten wir mit einer Methode namens patch-clamp.“ Zwei Doktoranden aus Jentschs Labor, Florian Ullrich und Jonas Münch, stießen zum Team und arbeiteten für über ein Jahr an der Analyse von VRAC. Sie entdeckten, dass die Reduktion von LRRC8A auch Chloridströme reduzierte. Dies bedeutete, dass LRRC8A entweder eine direkte Kanalkomponente war oder eine eindeutige Steuerung der VRAC-Funktionen innehatte. Um dies herauszufinden, startete Jentschs Labor eine weitere Reihe von Experimenten.

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„Der Beweis, dass das LRRC8A-Protein eine direkte Komponente des Kanals war, machte eine Reihe von Schritten notwendig“, sagt Jentsch „Bei näherer Betrachtung stellten wir fest, dass es viele wichtige Kriterien erfüllte. Zunächst einmal war es in vielen Zellarten des Körpers vorhanden, die alle ihr Volumen regulieren mussten und bei denen vermutet wird, dass sie den VRAC exprimieren. Eine Studie seiner Sequenz zeigte, dass es über Bereiche verfügte, die in Membranen eingebettet waren. Aber war es wirklich in der Plasmamembran von Zellen vorhanden?“ Die Wissenschaftler erzeugten Antikörper gegen das LRRC8A und beobachteten unter dem Mikroskop, dass das LRRC8A sich tatsächlich an der erwarteten Position in der äußeren Zellmembran befand.

So weit so gut. Aber war das LRRC8A selbst der Kanal? Die Wissenschaftler überproduzierten das Protein in Zellen und maßen die Ströme, die durch die Schwellung aktiviert wurden. „Natürlich hofften wir, dass so verstärkt durch Schwellung ausgelöste Ströme auftreten würden, die weit über denen normaler Zellen liegen“, sagt Ullrich. „Aber leider sahen wir, dass durch eine Überproduktion von LRRC8A die Ströme, anstatt zuzunehmen, eher zurückgingen!“

Jentsch hatte eine Erklärung für dieses Verhalten: „Kanäle bestehen oft aus einer Vielzahl von Proteinen, die in der Membran verwoben sind“, sagt er. „LRRC8A könnte einen Kanal in einem Komplex mit anderen Proteinen bilden. Wenn wir zu viel LRRC8A hätten, könnte es sein, dass es sich mit diesen anderen Proteinen im falschen Verhältnis verbindet. So würden Komplexe entstehen, die keine Ströme durchlassen.“

Welche Proteine könnten das sein? Nahe liegende Kandidaten waren Moleküle, die eng mit LRRC8A verwandt waren. Menschliche und tierische Zellen haben viele solcher „Homologe“: In der frühen Evolutionsgeschichte haben in den Organismen unserer Vorfahren biochemische Fehler von Zeit zu Zeit mehrfache Kopien vieler Gene erzeugt. In den Spezies, in denen sie ursprünglich vorkamen, waren diese Kopien überflüssig. Also konnten sie wieder verloren gehen, was bei der natürlichen Selektion auch oft der Fall war.

In einigen anderen Fällen konnten durch spontane Mutationen diese Kopien aber neue Funktionen hervorbringen. So enthält das menschliche Genom vier weitere Versionen des LRRC8 (das LRRC8B bis E), die sich ähnlich verhalten könnten.

„Datenbanken mit Informationen aus anderen Experimenten zeigten, dass auch diese Moleküle in vielen Zelltypen exprimiert werden“, sagt Thomas Jentsch. „Als wir diese Moleküle einzeln untersuchten, indem wir sie in Zellkulturzellen einbrachten, fiel uns etwas Interessantes auf: Viele von ihnen bleiben innerhalb der Zelle, im Zytoplasma. Aber wenn wir sie zusammen mit LRRC8A einführten, dann bewegen Sie sich in Richtung Zellmembran.“

Dies deutete darauf hin, dass LRRC8A an diese verwandten LRRC8-Proteine bindet und dass bestimmte Kombinationen von LRRC8 nötig sein könnten, um den Kanal zu bilden. Eine weitere Serie von Experimenten schloss gewisse Protein-Kombinationen aus und brachte andere wieder ins Spiel. Da siRNAs ein bestimmtes Protein normalerweise nur teilweise blockieren und stattdessen andere Moleküle als das Zielmolekül beeinflussen könnten, wurde eine andere Methode nötig. Hier wendeten die Wissenschaftler eine neue Technik mit dem Namen CRISPR-Cas an, die – anders als die siRNA – direkt auf der DNA-Ebene wirkt. Mit CRISPR-Cas können die Wissenschaftler einen Einschnitt in das Genom vornehmen und ein bestimmtes Gen eliminieren. Die Ergebnisse reproduzierten die Erkenntnisse aus den siRNA-Experimenten und zeigten eindeutig, dass weitere LRRC8s mit dem VRAC in Zusammenhang standen.

Die Wissenschaftler stellten fest, dass jedes der anderen LRRC8s-Proteine, von B bis E, ausgeschaltet werden konnte, ohne gleichzeitig die VRAC-Ströme abzustellen. Aber sobald man B bis E zusammen eliminierte, waren die VRAC-Ströme genauso verschwunden wie wenn man LRRC8A selbst entfernt hätte. „Dies zeigte, dass LRRC8A zumindest eine weitere Untereinheit braucht, um einen Kanal zu bilden, aber dass LRRC8B bis E redundant waren. In anderen Worten: Sie können einander ersetzen“, sagt Voss. „Und wir erzeugten sogar eine Zelllinie, ohne alle Formen von A bis E; die Ströme konnten nur dann wieder hergestellt werden, wenn A zusammen mit mindestens einem weiteren Mitglied seiner Familie exprimiert wurde.“

Unterschiedliche Kombinationen von Kanaluntereinheiten ergaben Kanäle mit unterschiedlichen biophysikalischen Eigenschaften. „Dies sind intrinsische Kanaleigenschaften“, sagt Jentsch. „Dies zeigt, dass LRRC8-Proteine nicht nur in das Signalsystem eingebunden sind, das den Kanal nach der Zellschwellung öffnet, sondern ein integraler Bestandteil des Kanals selbst.“ Diese Erkenntnis löste auch ein anderes Rätsel aus diesem Bereich: VRAC-Ströme variierten anscheinend in unterschiedlichen Zellen und Geweben. „Jetzt erklärt unsere Arbeit die Veränderlichkeit von Strömen, weil unterschiedliche Körperzellen unterschiedliche Mengen dieser Proteine herstellen. Die unterschiedlichen Kombinationen könnten zellspezifische Funktionen erfüllen.

Das Projekt ergab auch Hinweise für eine Antwort auf eine weitere Frage zu Kanälen im Zusammenhang mit der Zellschrumpfung. „Der Volumenverlust führt auch zum Ausstoß kleiner organischer Moleküle wie Taurin“, sagt Jentsch. „Es gab hier eine Kontroverse unter Experten. Einige behaupteten, dass diese Moleküle durch den VRAC ausströmten. Andere hingegen dachten, dass sie hierfür einen anderen Kanal nutzten.“

Weitere Experimente ergaben, dass der VRAC beide Funktionen wahrnimmt. Das Labor verwendete dafür eine radioaktive Form von Taurin, dessen Export aus der Zelle nachverfolgt werden konnte. Darius Lutter aus Jentschs Forschungsgruppe entwickelte einen Test, mit dem sich dieser Export messen ließ. Die Wissenschaftler fanden heraus, dass das Verhalten des Taurins mit der Anwesenheit oder der Abwesenheit verschiedener LRRC8-Moleküle und dem Verhalten des VRAC im Zusammenhang stand.

Nach einigen Jahren Arbeit zeigte die Arbeitsgruppe um Thomas Jentsch, dass der VRAC-Ionenkanal aus mehreren Proteinen besteht (LRRC8). Menschen haben 5 Formen des LRRC( (klassifiziert mit Zusätzen A bis E). Um richtig zu funktionieren, muss der Ionenkanal aus LRRC8A und einem der anderen vier Proteine bestehen. Unterschiedliche Kombinationen der LRRC8-Proteine ermöglichen es Zellen, VRAC-Versionen mit unterschiedlichen Eigenschaften zu bilden.

„Alles in allem zeigen diese Experimente, dass der Kanal direkt aus Kombinationen von LRRC8A und anderen Formen des LRRC8 gebildet wird“, sagt Jentsch. „Sie weisen uns einen ersten eindeutigen Weg zur Erforschung der Mechanismen, die Zellen schrumpfen lassen und die sie Partikel ausstoßen lassen als Antwort auf das Anschwellen. Diese Funktionen sind für alle Zellarten grundlegend. So ist diese Arbeit die Grundlage zum Verständnis dafür, wie ihre Funktionsweise bei einer Reihe ernsthafter Krankheiten gestört wird.“

Sogar mit der gut koordinierten Zusammenarbeit und den intensiven Bemühungen von Jentschs Labor und der Screening Unit dauerte die Forschungsarbeit zur Suche nach dem VRAC vier Jahre. Aber das Rennen galt nur dann offiziell als gewonnen, wenn sein Team als erstes zu diesem Thema veröffentlichte. Eilig schrieben die Wissenschaftler ihre Arbeit zusammen und reichten die Studie bei einem führenden Fachjournal ein.

Während dieser ganzen Zeit war Jentsch besorgt, auch andere Forschungsgruppen könnten an dem Problem arbeiten. Es wäre hart, nach vier Jahren von einer anderen Gruppe überrundet zu werden. Diese Bedenken stellten sich als gerechtfertigt heraus. Am gleichen Tag, als dieser Artikel in Science erschien, veröffentlichte ein anderes Labor einen Artikel im Journal Cell, welcher das LRRC8A als eine Komponente des VRAC vorstellte. Allerdings zeigte diese Arbeit nicht, dass die A-Form mit einem anderen LRRC8 kombiniert werden musste, um den Kanal zu schaffen.

“Unsere Arbeit stellt den gesamten Bereich der Regulierung des Zellvolumens auf eine solide wissenschaftliche Basis“, sagt Jentsch. „Die Signale, welche die Schwellung des Zellvolumens mit der Öffnung des VRAC in Zusammenhang bringen, geben Rätsel auf. Wir haben jetzt eine Möglichkeit, diese zu untersuchen. Wir hatten vermutet, dass Defekte im VRAC mit einer Reihe von Krankheiten in Zusammenhang stehen. Jetzt können wir Mausmodelle entwickeln, um dies weiter zu bestätigen und andere Funktionen des Kanals zu ermitteln.“

– Russ Hodge

Highlight Reference:

Voss FK, Ullrich F, Münch J, Lazarow K, Lutter D, Mah N, Andrade-Navarro MA, von Kries JP, Stauber T, Jentsch. Identification of LRRC8 heteromers as an essential component of the volume-regulated anion channel VRAC. TJ.Science. 2014 May 9;344(6184):634-8. doi: 10.1126/science.1252826. Epub 2014 Apr 10.

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